PRÁTICAS E NORMAS GERAIS DE LABORATÓRIO

PRÁTICAS
Preparo de soluções
Extração e caracterização do amido
Pesquisa de açúcares redutores – prova de Benedict
Extração e caracterização de lipídios
Propriedades gerais das proteínas – precipitação
Cada tipo de azeite tem uma acidez
Titulação da acidez do ácido acético


NORMAS GERAIS DE LABORATÓRIO
I. INTRODUÇÃO
1. Lembre-se que o laboratório é um lugar para trabalhos sérios e não para experimentos ao acaso.
2. Leia as práticas com antecedência para obter melhor aproveitamento das aulas.
3. Realize somente os experimentos indicados na aula. Não é permitido realizar aqueles não autorizados.
4. Tendo qualquer dúvida solicite à professora os devidos esclarecimentos.
5. Compareça às aulas nos dias e nos laboratórios designados para sua turma.
6. Não é permitido fumar em aula prática.
7. Vista o jaleco antes de entrar no laboratório.
8. Não troque os reagentes de uma mesa para outra.
9. No final de cada aula, limpe todo o material. Passe água de torneira nos tubos e outros materiais utilizados. As pipetas devem ser colocadas dentro das cubas.
10. Quando houver quebra ou danos nos materiais ou aparelhos, comunique a professora.


II. PRINCÍPIOS GERAIS DE TÉCNICAS
1. Use sempre uma pipeta para cada reagente a fim de evitar contaminações.
2. Evite as trocas de rolhas dos reagentes.
3. Para aquecer o tubo de ensaio na chama direta (no bico de Bünsen) observe se o tubo está externamente seco, caso contrário, seque o mesmo antes de efetuar a operação. Para que o tubo seja uniformemente aquecido, utilize pinças especiais ou um anel de papel, e mantenha o
tubo em constante agitação. Nunca dirija a boca do tubo em direção a si mesmo, ou ao colega, pois poderá ocorrer um esguicho e com isto atingi-lo(a).
4. Espere sempre que o vidro quente volte a esfriar antes de pegá-lo. Lembre-se, o vidro quente parece sempre estar frio.
5. Terminado o uso do bico de bünsen, verifique se as torneiras do gás estão bem fechadas, evitando assim explosões e intoxicações.
6. Nunca deixe ou abra frascos de líquidos inflamáveis (éter, álcool, acetona, benzeno, etc.), nas proximidades de chamas.
7. Leia duas vezes o rótulo dos frascos de reativos, antes de utilizá-los.
8. Nunca devolva a solução para o frasco estoque, porque pode estar contaminada.
9. Antes de introduzir pipetas nas soluções, certifique-se de que estão limpas.
10. Para preparar soluções de ácidos fortes (sulfúrico, clorídrico, nítrico, etc), verter sempre o ácido sobre a água, nunca a água sobre o ácido, porque provoca reação exotérmica violenta.
11. Para o preparo das soluções alcalinas (NaOH, etc) tome bastante precaução, pois a reação é exotérmica e corrosiva. Mantenha o frasco em banho de gelo para evitar quebras. Não aspirar os vapores desprendidos.
12. Para verificar o odor da substância, nunca leve o rosto diretamente sobre o frasco.
13. Quando preparar soluções alcoólicas, o álcool e a água devem ser medidos separadamente e depois reunidos, porque há diminuição do volume total.
14. O material volumétrico vem calibrado com água destilada a uma dada temperatura, conforme vem registrado (15, 20, 25ºC).
15. Uso das pipetas: para volumes entre 0 e 1 mL usar pipeta de 1 mL graduada ao centésimo. Entre 1 e 2 mL usar pipeta de 2 mL graduada ao centésimo. Entre 2 e 5 mL usar pipeta de 5 mL graduada ao décimo. Entre 5 e 10 mL usar pipeta de 10 mL graduada ao décimo.
16. As pipetas volumétricas são de maior precisão e são utilizadas para preparo de soluções padrões, normais e molares.
17. O líquido no interior da vidraria forma menisco. A leitura deve ser feita na parte inferior do menisco, e na altura da linha dos olhos.
18. Para medir substâncias corrosivas ou tóxicas, obturar a extremidade superior da pipeta com um pouco de algodão, ou usar uma bureta, que é mais seguro. Recomenda-se também o uso das pipetas automáticas.
19. Quando pipetar sangue, ácido concentrado ou soluções alcalinas concentradas lavar imediatamente com água o material utilizado.


BIOQUÍMICA
AULA PRÁTICA Nº 1
Data: ___/___/___
TEMA: Preparo de soluções (As soluções preparadas serão utilizadas em aulas futuras).
OBJETIVOS
 Preparar diversas soluções de uso frequente em bioquímica.
 Manipular de forma correta vidrarias e compostos químicos.
INTRODUÇÃO TEÓRICA
Solução: Mistura “fisicamente” homogênea de duas ou mais substâncias.
Soluto: É a substância que se dissolve na solução.
Solvente: É a substância na qual o soluto é dissolvido.
PARTE EXPERIMENTAL
SOLUÇÃO DE CIANETO
1g de Bicarbonato de Sódio.
0,05 g de Cianeto de Potássio.
0,2 g de Ferricianeto de Potásio.
Completar para 1000 ml com água destilada.
Procedimento
Pesar os reagentes em uma balança com papel manteiga devidamente tarado.
Colocar tudo em um Becker com água destilada
Transferir a solução para um balão de 1 L para aferição do volume.
SOLUÇÃO DE LUGOL
10 g de Iodeto de Potássio (cristais).
5 g de Iodo (cristais).
100 ml de água destilada.
Procedimento
Dissolver os 10 g de Iodeto de Potássio em 100 ml de água destilada.
Acrescentar 5 g de Iodo.
SOLUÇÃO DE FENOLFTALEÍNA
0,5 g de Fenolftaleína.
100 ml de álcool a 96%.
Procedimento
Dissolver 0,5 g de Fenolftaleína (pó) em 100 ml de álcool a 96%.
SOLUÇÃO DE AZUL DE METILENO
0,5 g de Azul de Metileno (pó).
30 g de álcool a 96%.
0,1 de Potassa Cáustica (granulado)
100 ml de água destilada.
Procedimento
Dissolver 0,5 de Azul de Metileno (pó) em 30 ml de álcool a 96%.
Dissolver 0,1 g de Potassa Cáustica (granulado) em 100 ml de água destilada.
Juntar as duas soluções.
SOLUÇÃO DE AZUL-DE-BROMOTIMOL
0,5 g de Azul-de-bromotimol (pó).
500 ml de água destilada.
0,4 g de Azul-de-bromotimol (pó).
1000 ml de água destilada.
Procedimento
Solução a 0,1%: Dissolver 0,5 g de Azul-de-bromotimol em 500 ml de água destilada.
Solução a 0,04%: Dissolver 0,4 g de Azul-de-bromotimol em 1000 ml de água destilada.
OBS: Esta substância é um indicador. Apresenta-se verde em meio neutro, azul em meio básico e amarelo em meio ácido.
REATIVO DE MOLISCH
5 g de -naftol.
100 ml de Álcool Etílico.

Procedimento
Dissolver 5 g de -naftol em 100 ml de Álcool Etílico.
SOLUÇÃO DE AMIDO
 Extração:
Raspar um pedaço de batata com uma lâmina.
Transferir a raspa para um Becker de 250 ml.
Adicionar 100 ml de água agitando bem com auxílio de um bastão de vidro.
Filtrar através de gaze, recolhendo o líquido em Becker de 250 ml (espremer a gaze).
Deixar o amido depositar no fundo do Becker durante 10 min.
Remover o líquido sobrenadante.
 Preparo da solução:
Manter 150 ml de água fervendo em um Becker de 250 ml.
Acrescentar 50 ml de água fria ao depósito de grão de amido obtido na etapa anterior.
Adicionar esta suspensão de amido, lentamente e com bastante agitação, à água fervente.
Continuar o aquecimento até que se forme uma solução opalescente.
QUESTÕES
Descreva os resultados visuais de cada solução.


BIOQUÍMICA
AULA PRÁTICA Nº 2
Data: ___/___/___
TEMA: Extração e caracterização do amido
OBJETIVOS:
Demonstrar a extração e caracterização do amido da batata.
Identificar o amido como carboidrato.
Evidenciar o amido através de reações de precipitação e coloração.
REATIVOS:
Solução de amido
Ácido sulfúrico concentrado
Reativo de Molisch: dissolver 5g de α-naftol em 100 mL de álcool etílico
Solução de lugol: pesar 1g de iodo e 5g de iodeto de potássio em 100 mL de água destilada
Solução saturada de sulfato de amônio 76g/100 mL
Álcool etílico
TÉCNICA:
I. Extração e preparação de uma solução de amido
a) Extração do amido: raspar um pedaço de batata com uma lâmina de vidro e transferir a raspa para um béquer de 250 mL. Adicionar 100 mL de água destilada e agitar vigorosamente com um bastão de vidro. Filtrar o material através de uma gaze, recolhendo o filtrado em um béquer de 250 mL e espremer delicadamente a gaze. Deixar em repouso por 10 minutos e, a seguir, remover cuidadosamente o líquido sobrenadante.
b) Preparo de uma solução de amido: manter aproximadamente 150 mL de água fervendo em um béquer de 250 mL. Acrescentar aproximadamente 50 mL de água fria ao depósito obtido anteriormente e adicionar esta suspensão lentamente e com constante agitação à água fervente. Continuar o aquecimento até que se forme uma solução opalescente. Utilizar esta solução para os experimentos subsequentes.
II. Reações de caracterização do amido
a) Reação do lugol: em um tubo de ensaio pipetar 2 mL de solução de amido e adicionar 1 a 2 gotas de lugol. Notar o aparecimento de cor azul intensa. Aquecer. Observar. Resfriar o tubo em água corrente. Observar.
b) Reação de Molisch: em um tubo de ensaio pipetar 2 mL de solução de amido, juntar 3 gotas do reativo de Molisch e misturar. Inclinar o tubo e deixar escorrer pela parede 2 mL de ácido sulfúrico concentrado, de modo que os dois líquidos não se misturem. Observar a interfase.
III. Precipitação do amido
a) A 5 mL de solução de amido adicionar 5 mL de solução saturada de sulfato de amônio. Agitar fortemente e deixar em repouso por 10 minutos. Filtrar. Pesquisar, separadamente, no filtrado e no precipitado, a presença de amido pelo teste do lugol.
b) A 1 mL de solução de amido adicionar 5 mL de álcool etílico. Agitar. Filtrar e pesquisar amido como no item a.
PRINCÍPIOS TEÓRICOS
Polissacarídeos são moléculas de elevado peso molecular, cujas unidades fundamentais são os
monossacarídeos, principalmente a glicose. Como exemplos de polissacarídeos importantes na natureza
podemos destacar o glicogênio, a celulose e o amido.
O amido, polissacarídeo de extrema importância em alimentos, é produzido em grande quantidade
nas folhas dos vegetais como forma de armazenamento dos produtos da fotossíntese, e é constituído por dois
outros polissacarídeos estruturalmente diferentes: amilose e amilopectina (ver figura abaixo).
Como podemos observar, a molécula da amilose não apresenta ramificações e, no espaço, assume
conformação helicoidal (forma de hélice). A ligação entre os átomos de carbono das unidades de glicose são
do tipo alfa 1-4.
A amilopectina apresenta estrutura ramificada, sendo que as ramificações aparecem a cada 24-30
moléculas de glicose. A ligação entre as unidades de glicose também é do tipo alfa 1-4 na mesma cadeia.
Porém, unindo duas cadeias aparecem ligações do tipo alfa 1-6. Observe a figura:
Moléculas de alto peso molecular (como a amilose e a amilopectina) podem sofrer reações de
complexação, com formação de compostos coloridos. Um exemplo importante é a complexação da amilose e
da amilopectina com o iodo, resultando em complexo azul e vermelho-violáceo, respectivamente. A figura
abaixo esquematiza a interação do iodo com a estrutura do amido:
Como vimos, o aprisionamento do iodo dá-se no interior da hélice formada pela amilose. Como a amilopectina
não apresenta estrutura helicoidal, devido à presença das ramificações, a interação com o iodo será menor, e a
coloração menos intensa.
IMPORTANTE - nem todos os polissacarídeos, apesar de serem moléculas grandes, dão complexo colorido com o iodo.
Isso porque é necessário que a molécula apresente uma conformação que propicie o "encaixe" do iodo. A celulose é um
exemplo de polissacarídeo que não dá reação colorida com o iodo.
Durante a caracterização do amido, pode-se empregar a Reação de Molisch ou a Reação com iodo. A
Reação de Molisch é um teste geral para carboidratos. Por serem moléculas muito ricas em grupamentos
hidroxila (-OH), o monossacarídeos podem ser facilmente desidratados por ação de ácidos fortes
concentrados, como o ácido sulfúrico (H2SO4). O ácido rompe facilmente as ligações glicosídicas presentes
em moléculas de polissacarídeos, quebrando-os e fornecendo seus monossacarídeos. Esses, por sua vez, são
desidratados e podemos ter como produto: o furfural, quando o monossacarídeo desidratado for uma pentose,
e o hidroximetilfurfural (HMF), quando for uma hexose.
Tanto o furfural quanto o HMF são substâncias incolores, impedindo que a reação seja visualizada.
Para resolver esse problema, adiciona-se um composto fenólico ao meio (α-naftol, conhecido como reativo
de Molisch). O fenol reage como os produtos incolores, e provoca o aparecimento de um anel de coloração
violeta/verde na interfase, ocorrendo reação positiva.
Como falado anteriormente, a reação de iodo é utilizada para a pesquisa do amido, que forma um
complexo colorido com o iodo. A amilose dá uma coloração negro-azulada, enquanto que a amilopectina dá
origem a uma coloração vermelho-violácea. Este complexo se dissocia por aquecimento e torna a se formar
quando a solução é resfriada. A explicação para este fato advém do fato das cadeias lineares de amilose
apresentarem uma conformação helicoidal capaz de ocluir o iodo, resultando no desenvolvimento da
coloração azul-intensa típica. Para cada 6 unidades de glicose ligadas a α- (1-4) da amilose estabelece-se um
passo as hélice. O aquecimento da solução do amido deve então alterar esta conformação e como
consequência abolir a coloração resultante da interação amilose-iodo. A amilopectina apresenta uma reação
semelhante, mas a formação da hélice fica, em parte, dificultada pelos pontos de ramificação da molécula
[ligações glicosídicas α- (16)]. Por esta razão, a intensidade da cor do complexo amilopectina-iodo é
menor e seu matiz (máximo de absorção) é também diferente (vermelho-violáceo). No glicogênio, ainda
mais ramificado que a amilopectina, este impedimento é maior e a coloração resultante é acastanhada.
QUESTÕES:
1. Qual o princípio da reação de Molish e o que acontece quando a mesma é aplicada a um polissacarídeo?
2. Por que predomina a coloração azul na reação amido+iodo, se o amido é uma mistura de dois
polissacarídeos diferentes?
3. Por que ocorre a precipitação do amido quando, em solução aquosa, é tratado com etanol ou sulfato de
amônio?
Já sabemos que o amido é formado pela combinação da amilose com a
amilopectina. Também sabemos que a amilose forma um complexo azul com o
iodo, enquanto a amilopectina forma um complexo vermelho. Qual será então a
cor do complexo iodo - amido???
O complexo esquematizado ao lado apresenta coloração azul intensa,
desenvolvida pela oclusão (aprisionamento) do iodo nas cadeias lineares da
amilose.
E a interação iodo -amilopectina?
4. Explicar por que o amido, apesar de sua polaridade, pode ser de difícil solubilização em algumas condições.


BIOQUÍMICA
AULA PRÁTICA Nº 3
Data: ___/___/___
TEMA: Pesquisa de açúcares redutores – prova de Benedict
OBJETIVOS: Conhecer e identificar o poder redutor de alguns açúcares.
REATIVOS E MATERIAL:
Solução de amido 1% *
Solução de glicose 1%
Solução de sacarose 1%
Solução de frutose 1% ou suco de uva, maçã e acerola.
Solução de hidróxido de sódio (NaOH) 6N
Ácido sulfúrico (H2SO4) concentrado
Água destilada
Reativo de Benedict **
5 tubos de ensaio
Conta-gotas ou pipeta Pasteur
Pipetas de 1 e 2 mL
* Como o amido é de difícil dissolução, preparar a solução da seguinte maneira: misturar 1 g de amido com 10 mL de água. Derramar a pasta em um recipiente que contenha 100 mL de água fervente. Cessar a ebulição e deixar esfriar e sedimentar. Separar a parte sobrenadante (sem grumos) por decantação. A solução ganha maior estabilidade se for adicionada de 1g de ácido salicílico (1%).
** Preparo do reativo de Benedict: inicialmente, devem ser preparadas duas soluções, em separado, a saber:
TÉCNICA:
Parte I
1. Não se esquecendo de identificar, prepare a seguinte bateria de tubos:
(1) 1 mL da solução de amido
(2) 1 mL da solução de sacarose
(3) 1 mL da solução de glicose
(4) 1 mL da solução de frutose ou 1 mL de suco de uva, maçã e acerola.
(5) 1 mL de água destilada
2. A cada um dos tubos adicionar 2 mL do reativo de Benedict.
3. Aquecer em banho-maria fervente durante 5 minutos.
4. Após esfriar, observar e descrever os resultados.
O aparecimento de um precipitado de coloração vermelho-tijolo indica que os íons Cu2+ do reagente de Benedict foram reduzidos a Cu+, indicando presença de açúcar redutor.
Parte II
1. Transfira para o tubo de ensaio 1 mL da solução de sacarose 1%.
2. Adicione 3 gotas de ácido sulfúrico (H2SO4) concentrado.
3. Ferva durante 1 minuto.
4. Neutralize com 15 gotas de NaOH 6N e adicione 2 mL do reagente de Benedict.
5. Aqueça em banho-maria fervente durante 5 minutos.
6. Após esfriar, compare o resultado obtido com o experimento anterior.
O desenvolvimento de um precipitado de coloração vermelho-tijolo indica que os íons Cu2+ do reagente de Benedict foram reduzidos a Cu+, indicando presença de açúcar redutor.
PRINCÍPIOS TEÓRICOS
Se observamos com mais atenção as moléculas de carboidratos, veremos que alguns possuem um grupamento hidroxila (-OH) livre no carbono 1 de suas moléculas, enquanto outros não.
Observa-se que os açúcares que apresentam a hidroxila livre no C-1 são bons agentes redutores. Por esse motivo a extremidade que contém o -OH passa a ser chamada extremidade redutora e o açúcar, de AÇÚCAR REDUTOR. A capacidade que esses compostos apresentam de reduzir íons metálicos em soluções alcalinas é um bom método de identificação desses compostos.
A reação abaixo esquematiza o princípio da prova de Benedict, baseada na redução de íons Cu2+ a Cu+, com formação de um precipitado vermelho ou amarelo:
* OBS: a reação é feita em meio básico porque, nessa condição, a porcentagem de enedióis é maior. Nessa reação, o aparecimento de um precipitado de coloração vermelho-tijolo indica que os íons Cu2+ do reagente de Benedict foram reduzidos a Cu+, indicando a presença de um açúcar redutor.


QUESTÕES
1. Do que se trata o teste de Benedict?
2. Qual a ação do íon cúprico sobre os carboidratos?
3. Como é indicada a presença de carboidratos redutores?
4. A sacarose é um açúcar redutor? E a glicose e a frutose?


BIOQUÍMICA
AULA PRÁTICA Nº 4
Data: ___/___/___
TEMA: Extração e caracterização de lipídios
OBJETIVOS:
 Compreender as propriedades dos triacilgliceróis e como elas influenciam sua solubilização.
 Analisar a composição desses lipídios através de reações de saponificação e precipitação.
MATERIAIS:
 ovo
 óleo de cozinha
 Filtro de papel.
 Do laboratório
 3 béquers de 50 mL cada
 1 Placa de petri;
 1 funil;
 1 Bastão de vidro
 Banho-maria;
 Ácido acético concentrado 5 mol/L
 1 Tubo de ensaio com 12 mL de Acetona - Tubo A
 1 Tubo de ensaio com 3mL de Hidróxido de Potássio Alcóolico – Tubo B
 1 Tubo de ensaio vazio
TÉCNICA:
Extração de lipídios:
 Abrir o ovo separando o seu conteúdo em dois béqueres (clara em um, gema em outro) sem romper a membrana que envolve a gema;
 Retirar 10 mL da gema do ovo colocando-a em outro béquer (3); (no caso da gema, evitar usar pipeta)
 A este recipiente adicionar 08 mL de Acetona;
 Com o bastão de vidro homogenizar a solução até a aglutinação do material;
 Lavar o béquer 2 (que continha a gema)
 Acomodar o filtro de papel no béquer 2 de modo a permitir a filtragem do material do béquer 3;
 Passar mais 4mL de acetona pelo filtro;
 Transferir todo o material filtrado para a placa de petri;
 Colocar a placa, já com o material no banho-maria até a evaporação da acetona;
 Registrar o ocorrido ao material em cada uma das etapas do processo.
Saponificação:
 Despejar o conteúdo do tubo B(KOH alc.) na placa de Petri
 Retornar ao tubo B os lipídios extraídos na etapa anterior (para melhor resultado, utilizar 1mL de óleo de cozinha ). Utilizar um funil para tal transferência;
 Aqueça o tubo a aprox. 90oC por 30 minutos;
 Registrar os dados.
Análise de características de sabões:
 Adicionar 2mL de água ao Tubo B;
 Transferir 3mL da solução do Tubo B para o Tubo C;
 Agitar o Tubo B ;
 Registrar o ocorrido;
 Adicionar 2mL de Ácido Acético concentrado ao Tubo C, gota a gota;
 Registrar o ocorrido.
PRINCÍPIOS TEÓRICOS
Dentre os lipídios mais abundantes na natureza encontramos os óleos e as gorduras. Essas
substâncias são formadas a partir da associação de uma molécula de glicerol com três unidades de ácidos
graxos (AG). Por esse motivo, os óleos e as gorduras são ésteres de glicerol ou, ainda, triglicerídeos (TG) e
triacilglicerídeos.
Se os triglicerídeos são formados por ácido graxos, é fácil concluir que o processo inverso, a
hidrólise, de um TG origina uma mistura de ácidos graxos. A hidrólise do óleo de soja, por exemplo, fornece
uma mistura de diferentes ácidos graxos:
Uma maneira de conseguir a "quebra" da molécula do TG em seus ácidos graxos é através do
tratamento com soluções alcalinas concentradas a quente. Essa reação tem como resultado a liberação do
glicerol e formação de sais de ácidos graxos, originados pela incorporação do sódio à molécula de ácido
graxo. Esses sais são os SABÕES e a reação é denominada SAPONIFICAÇÃO, que é a via de fabricação
dos sabões encontrados comercialmente. Veja um exemplo de sabão que pode ser formado a partir da
hidrólise do tripalmitil-glicerol, um dos constituintes do óleo de soja:
O exemplo acima demonstra a formação de um sal de sódio. Os sabões constituídos por sais de sódio
(Na+) e de potássio (K+) são solúveis. Em contrapartida, os sais de cálcio (Ca2+) e magnésio (Mg2+),
formados a partir da reação do lipídeo com Ca(OH)2 e Mg(OH)2, respectivamente, são insolúveis e
precipitam. A precipitação é muito útil no processo de purificação dos sabões e também pode ser feita por
adição de ácido forte (como o HCl) ou cloreto de sódio (NaCl).
Qual é a importância dos sabões para a nossa vida diária?
Se observarmos bem molécula de um sabão, veremos que ela é constituída por duas porções que
apresentam características distintas:
Por ser formada por íons, a extremidade carboxílica do sabão é altamente polar e, por esse motivo,
tende a se dissolver em água. Podemos dizer que essa porção da molécula possui caráter hidrofílico (que
significa ávido por água). Em contrapartida, a longa cadeia carbônica (a unidade -CH2 se repete 14 vezes!!!)
apresenta acentuado caráter apolar, sendo denominada porção hidrofóbica da molécula (hidrofóbico significa "avesso" à água). A essas moléculas, que apresentam caráter hidrofílico e hidrofóbico, polar e apolar, ao mesmo tempo, dá-se o nome de anfóteras. Elas podem ser representadas da seguinte forma:
Quando um sabão entra em contato com a água, as porções hidrofóbicas de suas moléculas assumem uma conformação que as protege do contato com as moléculas de água (altamente polares). A essa conformação dá-se o nome de MICELA.
As moléculas que apresentam caráter anfótero, então, podem interagir simultaneamente com a água e com substâncias de caráter hidrofóbico, como as gorduras e os óleos.
PARA PENSAR: Com a ajuda das moléculas anfóteras, é possível unir água e óleo numa mistura homogênea?


QUESTÕES:
1. Por que se utiliza etanol na reação de saponificação?
2. Explicar a ação detergente dos sabões.
3. Explicar o processo de solubilização dos lipídios.
4. Explicar o mecanismo da reação de saponificação.



BIOQUÍMICA
AULA PRÁTICA Nº 5
Data: ___/___/___
TEMA: Propriedades gerais das proteínas – precipitação
OBJETIVOS:
 Reconhecer as proteínas como moléculas eletricamente carregadas
 Analisar a influência do pH sobre essas cargas
 Reconhecer os grupamentos responsáveis pela solubilidade das proteínas em água
 Identificar os agentes que podem alterar essa solubilidade
MATERIAIS:
Solução de clara de ovo (solução de proteína)
Solução saturada de sulfato de amônio [(NH4)2SO4]
Solução de cloreto de sódio sólido (NaCl)
Etanol 95% gelado
Acetona gelada
Água destilada
06 tubos de ensaio
pipetas
TÉCNICA:
a) Precipitação de proteínas por adição de sais neutros (efeito da força iônica)
 Em um tubo de ensaio, colocar 2 mL da solução de proteínas.
 Adicionar, deixando escorrer pelas paredes do tubo, 2 mL da solução de sulfato de amônio.
 Observe.
 Misture o conteúdo do tubo (por inversão) e anote os resultados.
 Repita as etapas anteriores usando NaCl ao invés de (NH4)2SO4. O que você observou?
b) Precipitação por ação do calor (desnaturação)
 Colocar 5 mL da solução de proteínas em um tubo de ensaio.
 Deixar o tubo em banho-maria fervente por 5 minutos (o tubo também pode ser aquecido direto na chama de um bico de Bunsen).
 Retire o tubo do banho, observe e anote os resultados.
c) Precipitação das proteínas por solventes orgânicos
 Tome dois tubos de ensaio e coloque, em cada um, 2 mL da solução de proteínas.
 Adicionar 4 mL de etanol gelado a cada tubo.
 Agite.
 Em um dos tubos, coloque uma pequena quantidade de NaCl sólido, sob agitação.
 Observe e responda: qual o efeito do álcool sobre a proteína na presença e na ausência do eletrólito?
 Adicione 6 mL de água destilada e observe.
 Repita as etapas anteriores substituindo o etanol pela acetona.
 Compare os resultados.
PRINCÍPIOS TEÓRICOS
Sabe-se que a solubilidade das proteínas em meio aquoso deve-se, em grande parte, à distribuição das cargas elétricas ao longo da molécula. Nesse sentido, se a interação proteína-proteína é grande e a interação proteína - água é pequena, a proteína tenderá a ser insolúvel. Uma das maneiras de promover a precipitação de uma proteína é atingir seu ponto isoelétrico. Porém, existem outros fatores que influem de maneira importante nessa propriedade física das proteínas, como a ação de ácidos, bases, sais e solventes orgânicos. Além disso, podemos incluir a temperatura como um agente que pode ser utilizado para diminuir a solubilidade de uma proteína.
a) Precipitação de proteínas por adição de sais neutros (efeito da força iônica)
Quando adicionamos sais neutros a uma solução, ocorre um aumento da força iônica do sistema. Assim, quando adicionamos pequenas quantidades de sal a uma solução contendo proteínas, as cargas provenientes da dissociação do sal passam a interagir com as moléculas protéicas, diminuindo a interação entre elas. Conseqüentemente, temos um aumento da solubilidade da proteína no meio aquoso. as interações proteína - proteína, favorecendo a solubilidade das mesmas. A esse fenômeno dá-se o nome de "salting-in". Esse efeito, porém, não se estende indefinidamente. Em condições de elevada força iônica, decorrente da adição de grandes quantidades de sal, temos o efeito contrário. O que acontece?
Imagine uma solução aquosa de proteína à qual foi adicionada uma certa quantidade de sal neutro. A água, que apresenta um grande poder de solvatação, passa a interagir com as duas espécies: as proteínas e os íons provenientes da dissociação do sal. Porém, as moléculas de água apresentam maior tendência de solvatação de partículas menores (nesse caso, os íons). As moléculas de água, ocupadas em sua interação com os íons, "abandonam" a estrutura protéica. Como conseqüência, temos: maior interação proteína-proteína, diminuição da solubilidade em meio aquoso e, conseqüentemente, precipitação da proteína. A esse fenômeno de insolubilização da proteína em decorrência de um considerável aumento da força iônica do meio dá-se o nome de "salting-out".
A precipitação de proteínas pela alta concentração de sais é um processo muito importante para a separação de misturas complexas de proteínas, uma vez que a concentração de sal necessária para precipitação é diferente para cada proteína.
b) Precipitação por ação do calor (desnaturação)
As proteínas possuem uma estrutura tridimensional (conformação) bem definida, da qual dependem fundamentalmente suas propriedades físicas, químicas e biológicas. Essa estrutura é relativamente sensível à ação do calor, que causa desorganização das cadeias peptídicas, com conseqüente alteração conformacional. Esse fenômeno recebe o nome de desnaturação, e altera as estruturas quaternária, terciária e secundária da proteína sem afetar sua estrutura primária.
A desnaturação promove alterações que diminuem a solubilidade da proteína, levando à sua precipitação. Essa precipitação é máxima no ponto isoelétrico da proteína e pode sofrer alterações pela adição de sais.
c) Precipitação das proteínas por solventes orgânicos
A solubilidade das proteínas em solventes orgânicos é menor do que em água. Isso acontece porque a capacidade de interação com as partículas de soluto é diferente para cada solvente. A grandeza que mede a capacidade de interação do solvente com o soluto é denominada constante dielétrica. A água apresenta constante dielétrica bastante elevada (aproximadamente 80). Mas o que isso quer dizer?
Vamos utilizar novamente a imaginação. Numa solução contendo, exclusivamente, água e moléculas protéicas temos: interação água - proteína e interação proteína-proteína. Nesse caso, podemos afirmar com certeza que o primeiro tipo de interação prevalecerá sobre o segundo porque a água possui grande capacidade de separação das partículas do soluto (constante dielétrica elevada). Para os solventes orgânicos a situação é um pouco diferente... Como esse tipo de solvente apresenta valor de constante dielétrica bem inferior à da água, a interação proteína-proteína "vence" o poder de solvatação da água (interação água-proteína). A proteína precipita.
A precipitação por solventes orgânicos depende muito da temperatura. Os solventes orgânicos, quando utilizados a temperaturas baixas, são bastante úteis na separação de misturas de proteínas. A temperaturas mais elevadas esses solventes podem levar à desnaturação por rompimento das pontes de hidrogênio e estabelecimento de interações apolares, importantes na manutenção da conformação protéica.

QUESTÕES
1. Ao adicionar a solução saturada de sulfato de amônio à solução de proteína, o que pôde ser observado? E ao adicionarmos o cloreto de sódio?
2. Como poderíamos relacionar o resultado final da adição dos dois sais neutros à solução de proteína das questões anteriores?
3. Como se dá o processo de desnaturação em moléculas biológicas, como por exemplo, nas moléculas de proteínas?
4. Qual o efeito do álcool sobre a proteína na presença e na ausência do eletrólito? E a acetona?
5. Por que se utilizou a água destilada no experimento de “Precipitação das proteínas por solventes orgânicos”?
6. No experimento mencionado na questão anterior, após a adição da acetona e, em seguida, do sal, ocorreu uma maior precipitação da proteína comparada com a adição do álcool? Justifique.
7. Relacione a prática realizada com o conteúdo visto em aula teórica sobre o metabolismo de proteínas.


BIOQUÍMICA
AULA PRÁTICA Nº 6
Data: ___/___/___
TEMA: Cada tipo de azeite tem uma acidez
OBJETIVO:
 Analisar a qualidade do azeite e seu teor de acidez e pureza
MATERIAIS:
Margarina Óxido de cálcio (conhecido comercialmente como cal)
Óleo de soja Amostras de azeite de oliva de marcas variadas
Água destilada Papel de tornassol
Tintura de iodo Fenolftaleína
Béqueres Indicador universal
Tubos de ensaio Escala de cores para leitura dos valores de pH
Amostras de terra de diferentes procedências
TÉCNICA:
Misture pequenas amostras de solo e água destilada em béqueres diferentes. O material deve ser agitado e deixado em repouso até que a terra se deposite no fundo do recipiente. O próximo passo é uma filtração simples para separar a terra da água. Feito isso, use os indicadores químicos para analisar com a turma se a água de lavagem tornou-se ácida ou básica. Para a operação ser mais precisa, sugira que o valor de pH seja medido com o indicador universal, acompanhado da escala de cores.
Se os resultados das misturas forem excessivamente ácidos (menores do que 4), realize uma calagem (adubagem), utilizando o óxido de cálcio para corrigir a terra das amostras. Examine a reação química ocorrida entre os íons H+ e OH-, descrevendo-a no quadro e mostrando a neutralização. Explore outra possibilidade: utilizar quantidades de cal que não neutralizam a reação, mas permita que o pH continue ácido, só que com valores superiores a 4.
Para concluir, realize um teste colorimétrico para comprovar os benefícios do consumo de azeite. Reserve três tubos de ensaio e coloque em cada um, respectivamente, 2 mililitros de óleo, azeite e margarina. Adicione algumas gotas da tintura de iodo.
PRINCÍPIOS TEÓRICOS
Os produtores de azeite de oliva que nos perdoem, mas pureza é fundamental. E pureza, nesse caso, traduz-se em baixa acidez. Utilize a reportagem "A Sofisticação das Saladas" como ponto de partida para duas experiências sobre as propriedades químicas desse condimento milenar.
O azeite apresenta uma quantidade significativa de ácido graxos insaturados, o que permite um teste simples. Já a margarina não possui insaturações, pois passa por um processo de hidrogenação catalítica (os átomos de hidrogênio ligam-se aos de carbono, rompendo as duplas ligações e tornando-as simples).
O consumo do azeite de oliva proporciona muitos benefícios ao organismo humano. O maior deles é a absorção das chamadas vitaminas lipossolúveis (A e D), responsáveis pela prevenção contra as doenças cardiovasculares. Regar a salada com um bom azeite também evita o raquitismo e mantém a pele saudável. Além disso, a riqueza de vitamina E confere ao tempero um grande poder oxidante, o que impede a formação de radicais livres em nosso corpo e atrasa o processo de envelhecimento. O azeite é ainda um estimulante
natural das vias biliares, pois permite uma secreção suave da bílis para o duodeno durante as refeições, melhorando a digestão e o funcionamento do intestino.
QUESTÕES
1. Por que a coloração castanha vai sumindo mais rapidamente no azeite? Explique.
2. Por que o azeite é mais saudável que a margarina?


BIOQUÍMICA
AULA PRÁTICA Nº 7
Data: ___/___/___
TEMA: Titulação da acidez do ácido acético
OBJETIVOS
 Realizar corretamente manipulações de laboratório (Volumetria).
 Estudar o comportamento de alguns indicadores em meios ácidos
MATERIAIS E REATIVOS
Bureta de 25 mL.
Erlenmeyer de 125 mL.
Suporte universal.
Garra.
Pipeta volumétrica de 5mL.
NaOH 0,1 N.
Água destilada.
Ácido Acético diluído (CH3COOH).
Fenolftaleína a 1% (solução alcoólica).
TÉCNICA
 Encher uma bureta de 25 mL com a solução de NaOH 0,1 N, lave-a antes com pequenas porções da solução.
 Pipetar exatamente 20 mL de solução de CH3COOH de concentração desconhecida em um Erlenmeyer de 125 mL, usando pipeta volumétrica. Adicionar 20 mL de água destilada e três a cinco gotas de Fenolftaleína a 1%.
 Titular com o NaOH da bureta, agitando sempre, até o aparecimento de uma coloração rósea, que persiste por, no mínimo, vinte segundos. Anotar o volume de NaOH gasto.
 Fazer mais titulações até que a dispersão seja menor do que 0,2 % e registrar os dados obtidos.
 Determinar a concentração da solução de CH3COOH.
PRINCÍPIOS TEÓRICOS
ÁCIDOS:
 São substâncias que, em meio aquoso, produzem o cátion H.
 São solúveis em água.
 Possuem sabor azedo.
 Possuem estrutura molecular.
 Têm alto poder corrosivo.
 Reagem com metais.
 Conduzem corrente elétrica somente em meio aquoso.
 Alteram a cor de certos indicadores.
BASES:
 São substâncias que, em meio aquoso, produzem o ânion OH-.
 São chamadas de Hidóxidos.
 São solúveis em água (metais 1A e 2A).
 Possuem sabor adstringente ou amargo.
 Possuem estrutura iônica (metais 1A e 2A).
 Conduzem corrente elétrica em meio aquoso ou fundidas.
 Diminuem a acidez das soluções.
 Alteram a cor de certos indicadores.
QUESTÕES
1. Qual o papel do NaOH no experimento?
2. Qual a função da fenolftaleína no experimento?